sobre hantaviroses
hantaviroses
CID10: B33.4
Características gerais
Descrição
A hantavirose é uma antropozoonose transmitida por roedores silvestres, cujos agentes etiológicos são da família Bunyaviridae, gênero Hantavirus. A infecção em humanos apresenta o potencial de causar duas formas clínicas distintas da doença: Febre Hemorrágica com Síndrome Renal (FHSR) que ocorre na Ásia e na Europa e Síndrome Cardiopulmonar por Hantavirus (SCPH) que ocorre nas Américas. A FHSR chamou a atenção do mundo, quando aproximadamente 3200 casos foram descritos no período de 1950 a 1954, entre soldados americanos na Coréia. Hantavirus chamou a atenção do mundo mais uma vez em 1993, quando foi identificado como o agente etiológico de um surto de SCPH, ocorrido na região de Four Corners nos Estados Unidos.
Em novembro de 1993, a SCPH foi identificada no Brasil, no Estado de São Paulo e posteriormente, nos Estados de Pará (1995), Bahia (1996), Minas Gerais, Mato Grosso e Rio Grande do Sul (1998), Paraná e Santa Catarina (1999), Goiás e Maranhão (2000), Distrito Federal, Rondônia e Amazonas (2004), demonstrando que a SCPH está distribuída em todas as regiões do país.
Agente etiológico
Os Hantavirus são vírus envelopados que apresentam genoma constituído de RNA de fita simples, trissegmentado e com polaridade negativa. Os segmentos de RNA são denominados: L (grande), que codifica a transcriptase viral/replicase; M (médio) que codifica as glicoproteínas de envoltório G1 e G2 e S (pequeno) que codifica a proteína N do nucleocapsídeo. Pertencem ao gênero Hantavirus da família Bunyaviridae. Em contraste com outros gêneros da família Bunyaviridae, os hantavírus são transmitidos para humanos não por artrópodes, mas por contato com roedores persistentemente infectados e suas excretas.
Os Hantavirus crescem lentamente em cultura de células e geralmente apresentam efeito citopático
mínimo ou ausente. Estudos de microscopia eletrônica de cortes finos de amostras de tecido post-mortem
mostram partículas esféricas ou irregulares de 80 a 120 nm de diâmetro, característico da família Bunyaviridae. Partículas alongadas medindo cerca de 170 nm de comprimento também foram observadas. Como outros vírus envelopados, os hantavírus são facilmente inativados pelo calor, detergentes, irradiação ultravioleta, solventes orgânicos e soluções de hipoclorito.
No Brasil, oito variantes de hantavírus foram identificadas (Juquitiba, Araraquara, Castelo dos Sonhos, Anajatuba, Laguna Negra, Rio Mearim, Rio Mamoré e Jaborá). Os cinco primeiros foram associados à SCPH.
No Estado de São Paulo, duas variantes de hantavírus foram identificadas (Juquitiba e Araraquara).
Reservatórios
Reservatórios
Roedores silvestres são os reservatórios de hantavírus. Cada tipo de vírus parece ser associado a uma determinada espécie de roedor. Os hantavírus conhecidos no Hemisfério Sul têm como reservatórios roedores da subfamília Sigmodontinae, enquanto que, no Hemisfério Norte, as subfamílias Sigmodontinae e a Arvicolinae são as envolvidas na transmissão desses agentes. No Brasil, conhecem-se, até o momento, sete espécies de roedores silvestres que são consideradas como prováveis reservatórios: Necromys lasiurus, cujo hantavírus associado é o Araraquara e está amplamente disseminado nos ambientes de Cerrado e Caatinga; Oligoryzomys nigripes, hospedeiro do vírus Juquitiba, presente nas áreas de Mata Atlântica; Oligoryzomys aff. moojeni, recentemente identificada como reservatório da variante Castelo dos Sonhos, e Calomys aff. callosus, que alberga a variante Laguna Negra, ambas foram detectadas em uma área de transição entre Cerrado e Floresta Amazônica; e Oligoryzomys fornesi e Holochilus sciurus que albergam os hantavírus Anajatuba e Rio Mearim, respectivamente, foram capturadas em uma área de transição entre Floresta Amazônica e Alagados, no estado do Maranhão. Outro roedor identificado, no país, como reservatório de hantavírus é o Oligoryzomys microtis, reservatório da variante Rio Mamoré. No roedor, a infecção pelo hantavírus é transmitida de forma horizontal e não é letal, o que o torna um reservatório por longo período, provavelmente por toda vida. Os hantavírus são eliminados, principalmente, pela urina, além das fezes e saliva dos roedores infectados.
Modo de transmissão
A infecção humana ocorre mais frequentemente pela inalação de pequenas partículas de aerossóis, formados a partir da urina, fezes e saliva contaminadas de roedores infectados. Outras formas de transmissão, para a espécie humana, foram também descritas:
• percutânea, por meio de escoriações cutâneas ou mordedura de roedores;
• contato do vírus com mucosa (conjuntival, da boca ou do nariz), por meio de mãos contaminadas com excretas de roedores;
• transmissão pessoa a pessoa, relatada, de forma esporádica, na Argentina e Chile, sempre associada ao hantavírus Andes.
Período de incubação
Em média, de 2 a 3 semanas, com variação de 3 a 60 dias.
Período de transmissibilidade
O período de transmissibilidade do hantavírus no homem é desconhecido. Estudos sugerem que o período de maior viremia seria o de alguns dias que antecedem o aparecimento dos sinais/sintomas.
Suscetibilidade e resistência
O homem é o principal suscetível. Presume-se que todas as pessoas sem infecção prévia sejam suscetíveis. A proteção e duração da imunidade conferida por infecção prévia é desconhecida.
Manifestações clínicas da SCPH
A SCPH pode apresentar-se sob diferentes formas clínicas que variam de infecções assintomáticas e leves a formas graves e letais da doença.
Após um período de incubação de 1 a 6 semanas, os pacientes com SCPH apresentam 3 a 5 dias de um quadro febril inespecífico (pródromo), de instalação abrupta (Figura 1).
Os sintomas mais frequentes são febre, calafrios e mialgia. São comuns também a cefaleia, náuseas, vômitos e dor abdominal. Diarreia, mal estar e tonturas são referidos por aproximadamente metade dos pacientes, com relatos também de artralgia, dor nas costas.
O exame físico, em geral, é normal. O diagnóstico raramente é feito nesta fase. Trombocitopenia pode estar presente nesta fase inicial, uma queda acentuada pode anunciar uma transição do pródromo para a fase de edema pulmonar da doença. Hemograma e exames bioquímicos devem ser realizados a cada 8 a 12 horas, quando houver suspeita de infecção por hantavírus.
A radiologia de tórax pode mostrar edema intersticial discreto, evidenciado por congestão hilar e peribrônquica.
Segue-se a fase cardiopulmonar caracterizada por tosse, dispneia e sintomas gastrointestinais significativos. Em geral, os pacientes apresentam taquipneia, taquicardia e hipotensão postural.
Uma vez iniciada a fase cardiopulmonar, a doença progride rapidamente; a maioria dos pacientes desenvolve algum grau de hipotensão e progressiva evidência de edema pulmonar e hipóxia, necessitando de ventilação mecânica, na maioria das vezes.
Comprometimento hemodinâmico ocorre, em geral, no 5º dia após o início dos sintomas. Em contraste com a FHSR, hemorragia franca raramente ocorre em SCPH, embora seja vista ocasionalmente em associação com coagulação intravascular disseminada. Em contraste com o choque séptico, os pacientes apresentam baixo débito cardíaco com resistência vascular periférica elevada. Indicadores de mau prognóstico incluem lactato plasmático maior que 4,0 mmol / L ou um índice cardíaco menor que 2,2 L/min/m2. Embora edema pulmonar seja comum, a ocorrência de disfunção de múltiplos órgãos é rara. Pacientes com SCPH podem apresentar função renal discretamente alterada.
Achados laboratoriais típicos incluem trombocitopenia, hemoconcentração e leucocitose com desvio à esquerda. Testes bioquímicos mostram elevação de transaminases e níveis reduzidos de proteínas séricas. Discreta elevação nos níveis séricos de CPK, amilase e creatinina além de proteinúria e hematúria foram relatadas. O tempo de tromboplastina parcial ativado (TTPA) pode estar normal ou discretamente prolongado.
Gasometria arterial mostra baixa pressão de O2 (PaO2) e de CO2 (PaCO2), além de baixa saturação de O2. Muitos pacientes apresentam acidose metabólica, que constitui um fator de mau prognóstico para pacientes com SCPH.
Ao estudo radiológico de tórax, a maioria dos pacientes apresenta alterações indicativas de edema intersticial com presença de linhas B de Kerley, congestão hilar e peribrônquica e derrame pleural. Aproximadamente um terço dos pacientes apresenta acometimento de espaço aéreo nas radiografias iniciais.
Com o evoluir da doença, surgem evidências de comprometimento extenso dos espaços aéreos, atingindo a totalidade dos campos pulmonares.
É essencial reconhecer e hospitalizar os pacientes com esses achados para observação e tratamento. Ocorre uma rápida deterioração do quadro clínico, podendo haver necessidade de suplementação de O2, através de ventilação mecânica, e de administração cuidadosa de fluidos.
Além do aumento de permeabilidade capilar pulmonar, pode advir uma disfunção miocárdica e aumento da resistência vascular sistêmica.
Um curto período denominado diurético (duração de 3-4 dias) segue-se à fase cardiopulmonar, com melhora rápida da função cardiopulmonar.
Segue-se um longo período de convalescença (meses), quando o paciente apresenta fadiga, mialgia e redução da capacidade funcional pulmonar.
QUADRO
Diagnóstico diferencial
A fase prodrômica da SCPH é indistinguível clinicamente de várias outras infecções virais. No entanto, ao contrário de outras infecções virais, os pacientes com SCPH apresentam neutrofilia com desvio à esquerda com mielócitos circulantes.
A seguir são listadas outras doenças infecciosas agudas que apresentam um período prodrômico inespecífico e que podem evoluir com deterioração cardiopulmonar aguda como na SCPH: doença do legionário, leptospirose, micoplasma, clamídia e, dependendo da região geográfica, o diagnóstico diferencial deve ser feito com peste pulmonar, tularemia, coccidioidomicose e histoplasmose.
Diagnóstico diferencial com patologias não infecciosas deve incluir infarto agudo do miocárdio, doença cardíaca com edema agudo de pulmão e doenças do colágeno.
Diagnóstico laboratorial específico
Coletar material para diagnóstico laboratorial, de acordo com as normas técnicas apresentadas no Anexo A. A amostra deverá ser encaminhada, o mais rápido possível, ao Instituto Adolfo Lutz – São Paulo/SP para realização de exames. É importante preencher todos os campos da solicitação do exame, principalmente a data do início dos sintomas e data da coleta da amostra.
ELISA-IgM
Cerca de 95% dos pacientes com SCPH têm IgM detectável em amostra de soro coletada no início dos sintomas, sendo, portanto, método efetivo para o diagnóstico de hantavirose.
A coleta de amostra deve ser feita logo após a suspeita do diagnóstico, pois o aparecimento de anticorpos da classe IgM ocorre concomitante ao início dos sintomas e permanecem na circulação até cerca de 60 dias após o início dos sintomas. Quando em amostra única não for possível definir o diagnóstico, deve-se repetir a coleta e realizar uma segunda sorologia, somente nas situações em que o paciente apresentar manifestações clínicas fortemente compatíveis com a SCPH e se a primeira amostra foi coletada nos primeiros dias da doença.
Imunohistoquímica
Técnica que identifica antígenos específicos para hantavírus em fragmentos de órgãos. Particularmente utilizada para o diagnóstico nos casos de óbitos, quando não foi possível a realização do diagnóstico sorológico empregando-se amostras de soro, plasma ou sangue total. Observe-se que quando o óbito é recente possibilita a realização de exame sorológico (ELISA IgM), mediante coleta de sangue do coração ou mesmo da veia.
RT-PCR
Método de diagnóstico molecular, útil para identificar o vírus e seu genótipo, sendo considerado exame complementar para fins de pesquisa.
A técnica ELISA-IgG, ainda que disponível na rede pública, é utilizada em estudos epidemiológicos, para detectar infecção viral anterior, em roedores ou em seres humanos. Pode ser utilizada também quando o diagnóstico por IgM não caracterizou infecção por hantavírus, necessitando 2 amostras de soro do paciente, uma na fase aguda da doença e a segunda na fase convalescente.
Tratamento
Se houver um alto grau de suspeita de SCPH, os pacientes devem ser imediatamente transferidos para um serviço de emergência ou unidade de terapia intensiva (UTI).
Cuidados na UTI devem incluir uma avaliação minuciosa do paciente, com monitoramento da função cardíaca, oferecendo suporte vasopressor, se necessário.
Fluidos devem ser administrados com cuidado, devido ao risco de extravasamento de plasma do capilar pulmonar.
Equipamentos e materiais para intubação e ventilação mecânica devem estar prontamente disponíveis desde o início da insuficiência respiratória, com disponibilidade de suplementação de O2.
Ribavirina Intravenosa
Um análogo de guanosina, não demonstrou eficácia no tratamento de SCPH, apesar dos seus efeitos sobre a febre hemorrágica com síndrome renal (FHSR). Estudos controlados mostraram uma redução na letalidade dos pacientes com FHSR tratados com ribavirina. No entanto, apesar da atividade in vitro da ribavirina contra SNV, nenhum estudo mostrou benefício clínico para SCPH . A ribavirina, portanto, não é recomendada para o tratamento de SCPH e não está disponível para este uso em qualquer protocolo de pesquisa existente.
Recomenda-se o isolamento do paciente, com a utilização de avental, luvas e máscaras dotadas de filtros N95.
Situação epidemiológica
A SCPH foi detectada, pela primeira vez, no sudoeste norte-americano, na primavera de 1993. Na América do Sul, os primeiros casos foram diagnosticados no estado de São Paulo, no município de Juquitiba, em novembro de 1993. A SCPH ocorre desde o Canadá até o sul da Argentina. Em algumas regiões, é possível observar um padrão de sazonalidade, possivelmente em função da biologia/comportamento dos roedores reservatórios.
No Brasil foram confirmados 1544 casos de hantavirose de 1993 a 2011. A SCPH foi diagnosticada em 14 Estados da Federação, nas cinco regiões do país, tendo a região Sul o maior número de casos (35,5%), seguida pelo Sudeste (29,0%) e Centro Oeste (25,3%).
No estado de São Paulo foram confirmados 201 casos de hantavirose de 1993 até julho de 2012, com letalidade de 53,7% (Tabela 1), distribuídos em 75 municípios, o que corresponde a 11,6% dos municípios do estado (Figura 2).
Os casos foram registrados principalmente na regional de saúde de Ribeirão Preto (33,8%) seguida pela regional de Araraquara (11,9%) e Presidente Venceslau (9,5%).
Do total de casos o sexo mais acometido foi o masculino (77,4%) e a media das idades foi de 35 anos e a mediana de 34 anos, variando de 13 a 72 anos. Os pacientes com idade entre 20 e 39 anos foram responsáveis por 54,4% dos casos.
TABELA
MAPA
Vigilância epidemiológica
Objetivos
• Detectar precocemente casos e/ou surtos.
• Conhecer a história natural da SCPH no Brasil.
• Identificar fatores de risco associados à doença.
• Recomendar medidas de prevenção e controle.
• Estudar a tendência da doença.
Definição de caso
Suspeito
•paciente com quadro febril (acima de 38°C), mialgia, cefaleia e sinais/sintomas de insuficiência respiratória aguda de etiologia não determinada, na primeira semana da doença; ou
• paciente com enfermidade aguda, apresentando quadro de insuficiência respiratória aguda, com evolução para óbito na primeira semana da doença; ou
• paciente com quadro febril (acima de 38°C), mialgia e cefaleia e que tenha exposição a uma situação de risco*, relacionado ou não a casos confirmados laboratorialmente.
Confirmado
Critério laboratorial
Caso suspeito com os seguintes resultados de exames laboratoriais emitidos, apenas, por laboratórios da rede do Ministério da Saúde:
• sorologia reagente para anticorpos séricos específicos para hantavírus da classe IgM; ou
• imunohistoquímica de tecidos positiva (identificação de antígenos específicos de hantavírus); ou
• RT-PCR positivo para hantavírus.
Critério clínico-epidemiológico
Indivíduo com quadro clínico de insuficiência respiratória aguda, que tenha evoluído para óbito, sem coleta de amostras para exames específicos, e que tenha requentado áreas conhecidas de transmissão de hantavírus ou exposição à mesma situação de risco* que os pacientes confirmados laboratorialmente, nos últimos 60 dias.
* Entendem-se como situações de risco: a) Exposições a atividades de risco para a infecção por hantavírus; ou b) Existência de população de roedores silvestres e/ou condições ambientais favoráveis ao seu estabelecimento, em locais frequentados pelo paciente. Ambas as situações ocorridas nos 60 dias que antecedem o início dos sintomas.
Descartado
Todo caso suspeito que tenha diagnóstico confirmado de outra doença ou que não preencha os critérios de confirmação acima definidos.
Medidas imediatas a serem adotadas
Notificação
Todos os casos de hantavirose são de notificação obrigatória às autoridades locais de saúde. (Portaria SVS/MS Nº 5, de 21 de fevereiro de 2006, Anexo I). Deve-se realizar a investigação epidemiológica em até 48 horas após a notificação, avaliando-se a necessidade de adoção de medidas de controle pertinentes.
A unidade de saúde notificadora deve utilizar a Ficha de Notificação/Investigação do Sistema de Informação de Agravos de Notificação (SINAN) encaminhando-a para ser processada, conforme o fluxo estabelecido pela Secretaria Municipal de Saúde. A investigação deverá ser encerrada até 60 dias após a notificação.
Notificação imediata a todas as esferas de governo:
De acordo com a Portaria nº 5, de 21 de fevereiro de 2006, Anexo II, todo caso de hantavirose deve ser notificado em até 24 horas à Secretaria Municipal de Saúde - SMS, por serviço telefônico.
Roteiro da investigação epidemiológica
Iniciar, o mais precocemente possível, investigação de todo caso suspeito, com vistas à identificação do local provável de infecção (LPI) e dos fatores que propiciaram a ocorrência da infecção. Buscar as informações junto ao paciente e, na impossibilidade, buscar com os familiares, vizinhos, colegas de trabalho e/ou de lazer.
É importante verificar exposição a atividades de risco para infecção por hantavírus nos 60 dias que precedem o início dos sintomas:
• Desmatamento, corte de árvores, corte de lenha;
• Aragem, plantio ou colheita em campo;
• Transporte, armazenagem e moagem de grãos;
• Arrumação ou manuseio de fardos de capim, lenha ou outros semelhantes;
• Limpeza de celeiros ou outras construções (estufas, tulhas, paióis e silos);
• Limpeza de maquinário agrícola;
• Limpeza de residências ou qualquer tipo de habitação ocupada ou não;
• Exposição a ambiente rural e/ou silvestre em atividades profissionais ou de lazer (caça, pesca, ecoturismo, treinamento militar, pesquisas científicas).
Identificação do local provável de infecção
Define-se como “local provável de infecção” (LPI) o local que, tendo sido frequentado pelo indivíduo suspeito, dentro do período de incubação (até 60 dias), apresenta condições naturais favoráveis à manutenção de roedores silvestres (abrigo e alimento).
A estratégia consiste em visitar todos os locais prováveis de infecção, com o objetivo de verificar a existência de população de roedores silvestres vivos ou mortos, suas excretas/vestígios (fezes, urina e/ou cheiro de urina) e/ou condições ambientais favoráveis ao seu estabelecimento:
• presença de capim Brachiaria sp;
• roças abandonadas, faixas de capim não ocupadas;
• mudança no perfil agrícola ou outros fenômenos naturais periódicos que alterem a disponibilidade de alimentos (grãos) para os roedores silvestres, como frutificação de arvores nativas e a floração das taquaras;
• fatores ambientais que provoquem o deslocamento de roedores para as residências ou arredores, queimadas, enchentes, alagamentos, entre outros;
• alterações climáticas e fenômenos naturais periódicos, com reflexos diretos na população de roedores.
Recomenda-se aos profissionais de saúde que usem máscaras de pressão negativa ou descartáveis, ambas com filtro PFF3, sempre que a investigação epidemiológica exigir que frequentem locais com suspeita de contaminação por hantavírus, tanto em ambientes fechados como abertos.
Busca de contatos sintomáticos ou oligossintomáticos
Realizar busca ativa de contatos do paciente, junto à residência ou local de trabalho ou de lazer, conforme identificação de situação de risco ou exposição. Incluir todos os indivíduos com processo infeccioso inespecífico ou com sintomas respiratórios, nos 60 dias que precedem o aparecimento dos sintomas do caso sob investigação. Para cada novo caso suspeito encontrado, coletar material para sorologia e preencher uma nova ficha de investigação epidemiológica.
Avaliação da extensão da área de transmissão
Se confirmado o caso, deve-se determinar a magnitude da situação epidemiológica, ou seja, avaliar se é caso isolado ou surto.
Para tanto, deve-se realizar busca ativa de casos suspeitos no município ou, até mesmo, na região de procedência, considerando-se um período de até 60 dias anteriores ao início dos sintomas do caso confirmado. Essa busca deve incluir a população residente na área, hospitais, clínicas e serviço de verificação de óbito (SVO). De todos os indivíduos com manifestações clínicas compatíveis com a SCPH, deve-se coletar material para diagnóstico sorológico, preencher a ficha de investigação epidemiológica e identificar os prováveis locais de infecção, verificando se é o mesmo do caso índice ou se existem outros.
Se o LPI for determinado em áreas desconhecidas de transmissão de SCPH, ou, ainda, se o caso apresentar alguma situação atípica ou que se desconheça o reservatório, a Secretaria de Estado da Saúde (CVE, GVE e IAL) e a Secretaria Municipal de Saúde (VE), ao serem notificadas, deverão avaliar a necessidade de realizar investigação eco-epidemiológica de hantavírus.
Até o momento, o que se conhece é que a SCPH está associada somente a roedores da subfamília Sigmodontinae e estes apresentam hábitos silvestres; a análise, portanto, deve ser dirigida ao levantamento das características ambientais que permitam determinar a existência de roedores silvestres sigmodontíneos na área externa e da possibilidade destes invadirem, mesmo que esporadicamente, as residências e anexos peridomiciliares, um dos fatores que ocasionam a infecção humana por hantavírus.
Para auxiliar a investigação e reforçar o LPI, realiza-se também inquérito sorológico, principalmente quando se trata dos primeiros casos diagnosticados em um determinado município, em situações mais complexas, com várias possibilidades de LPI, em surtos e para complementação.
Encerramento da investigação epidemiológica
A Ficha de Notificação/Investigação do SINAN NET deve ser encerrada com todas as informações levantadas, identificando o LPI, bem como os fatores determinantes da infecção, para a conclusão do caso, confirmando ou descartando o caso, no prazo de 60 dias.
Relatório final
Os relatórios, parciais e finais sobre casos de hantavirose, elaborados a partir dessas análises, são essenciais, não só para o acompanhamento da tendência da doença, mas também para informar e instruir os profissionais e serviços de saúde, bem como direcionar as medidas de prevenção e controle indicadas.
Medidas de prevenção e controle
Uma vez determinado o LPI e finalizado o levantamento das espécies de roedores presentes, será necessário proceder à desinfecção das residências e anexos peridomiciliares onde possa haver roedores, seguindo estritas normas de biossegurança.
Os Hantavirus possuem envelope de dupla capa de lipídios sendo, portanto, susceptíveis a muitos desinfetantes/desinfetantes como Lysol/Amphyl (o-phenylphenol a 2,8%; o-benzyl-p-clorophenol a 2,7%), soluções de hipoclorito de sódio, Lysoform, álcool etílico a 70% etc. A sobrevida desses vírus no meio ambiente é, ainda, desconhecida.
Deve-se lembrar que a limpeza de ambientes, com presença de roedores, precisa ser realizada com pano úmido ou aspergindo-se, previamente, desinfetante no local, para evitar a formação de poeiras e aerossóis contaminados.
As medidas de prevenção e controle devem ser baseadas no manejo ambiental, principalmente, por meio de práticas de higiene e medidas corretivas no meio ambiente, saneamento, melhorias de condições de vida e moradia, tornando as habitações e os campos de trabalhos impróprios à instalação e proliferação de roedores (anti-ratização). É importante salientar que o uso de raticidas em ambientes silvestres não é recomendado rotineiramente, uma vez que essas espécies são importantes elos de muitas cadeias ecológicas e sua supressão indiscriminada acarretaria desequilíbrios significativos na biocenose.
CONTROLE DE ROEDORES
Atualmente, a melhor abordagem disponível, para a prevenção e o controle da doença, é a redução do risco de exposição, por meio de práticas de higiene ambiental, que impeçam o roedor de se instalar no ambiente domiciliar ou de trabalho.
Controle mecânico
São medidas básicas e essenciais no controle de roedores, sendo esta a forma ideal de evitar a instalação e proliferação de roedores:
Eliminar os resíduos que possam servir para a construção de tocas e ninhos, assim como reduzir as fontes de água e alimento para o roedor;
Evitar entulho e objetos inúteis, no interior e ao redor do domicílio, pela limpeza diária;
Cortar a grama e arbustos densos ao redor de casa, num raio de pelo menos 50 metros;
Os produtos e os alimentos armazenados no interior dos domicílios devem ser conservados em recipientes fechados, à prova de roedores e a 40 cm do solo;
Vedar fendas e outras aberturas superiores a 0,5 cm, para evitar ingresso de roedores no interior dos domicílios;
Não deixar rações para animais expostas e remover diariamente as sobras dos alimentos de animais domésticos, dando-lhes um destino adequado;
Após o uso, lavar os pratos e utensílios de cozinha imediatamente e remover todos os restos de comida, dando a estes um destino adequado;
Lixos orgânicos e inorgânicos de área urbana e rural, caso não exista coleta regular, devem ser enterrados separadamente, respeitando-se uma distância mínima de 30 metros do domicílio;
O plantio deve sempre respeitar uma distância mínima de 50 metros do domicílio, bem delimitados nas áreas silvestres;
O produto colhido, assim como os restos de colheita, não deve pernoitar no campo;
Armazenar insumos agrícolas, equipamentos e outros objetos em galpões distantes (distância mínima de 30 metros do domicílio), sobre estrados de 40 cm de altura;
Armazenar produtos agrícolas (grãos e hortifrutigranjeiros) sobre estrados com 40 cm de altura do piso, em depósitos (silos e tulhas) situados a uma distância mínima de 30 metros do domicílio ou de áreas de plantio, pastagem e matas nativas;
O silo ou tulha deverá estar suspenso a uma altura de 40 cm do solo, com escada removível e “rateiras” dispostas em cada suporte;
O armazenamento em estabelecimentos comerciais deve seguir as mesmas orientações para o armazenamento em domicílio e em silos de maior porte.
Controle Químico
O controle químico consiste na aplicação de raticidas, visando eliminar os roedores presentes na área tratada. Nos ambientes silvestres, é pouco recomendado em situações rotineiras, devendo ser usado em áreas limitadas (no domicílio e peridomicílio), quando extremamente necessário, onde ocorreram casos humanos de Hantavírus e onde exista alta infestação de roedores.
O controle químico (uso de rodenticidas) de roedores sinantrópicos comensais, em áreas domiciliares e peridomiciliares, poderá agir também sobre a população eventual de roedores não comensais que, normalmente, não frequentam o ambiente doméstico.
Em relação à população em geral
• Informar os moradores da região sobre a doença, os roedores envolvidos e as vias de transmissão.
• Orientá-los sobre as medidas de prevenção e controle da hantavirose e a importância de procederem às ações de antirratização, para manter a área livre da presença desses animais, como, por exemplo, roçar o terreno em volta da casa, dar destino adequado aos entulhos existentes, manter alimentos estocados em recipientes fechados e à prova de roedores, além de outras medidas de efeito imediato e necessárias à situação específica.
Em relação aos locais prováveis de infecção (LPI) ou outros locais potencialmente contaminados
• Limpeza e descontaminação do interior de ambientes dos supostos LPI devem ser feitas por uma equipe orientada para realizar essas atividades, sempre munida de equipamentos de proteção individual de nível de biossegurança 3, seguindo as normas de biossegurança.
• Abrir as portas e janelas das residências, habitações, silos, paióis, etc. para serem arejadas por, no mínimo, 30 minutos antes de ingressar no ambiente para proceder à limpeza do local.
• Umedecer pisos, paredes e utensílios no interior dos imóveis contaminados, bem como roedores mortos ou presença ou sinais de fezes e urina de ratos, com uma solução de água sanitária a 10% (1 litro de água sanitária + 9 litros de água) ou de detergente. Aguardar, pelo menos, meia hora antes de iniciar a limpeza, que deve ser sempre feita com o piso e locais bastante úmidos.
• Os alimentos e outros materiais com evidências de contaminação devem ser embalados em sacos plásticos resistentes, previamente molhados com desinfetante e enterrados a uma profundidade de pelo menos 50 cm.
• Utilizar luvas de borracha durante a manipulação de roedores mortos e objetos ou alimentos contaminados. Ao término do trabalho, as luvas devem ser lavadas com solução de desinfetante, antes de serem retiradas; e, em seguida, lavar as mãos com água e sabão.
Em relação aos profissionais de vigilância
As habitações que tenham permanecido fechadas por qualquer tempo deverão ser ventiladas por, pelo menos, meia hora antes que pessoas entrem nas mesmas. Os técnicos que ingressarem em locais fechados e passíveis de contaminação com excretas de roedores devem fazê-lo necessariamente, com proteção respiratória, usando máscara ou respiradores com filtros de alta eficiência PFF3 e luvas de borracha.
ANEXO A TABELA
Observações quanto ao encaminhamento das amostras
• As amostras de sangue e/ou coágulo e/ou soro a serem analisadas deverão ser encaminhadas para o Laboratório de Referência – Instituto Adolfo Lutz/São Paulo-SP, em embalagens e condições apropriadas, constituídas basicamente de: amostra contida em tubo criogênico, com tampa de rosca, envolto em algodão hidrófilo e plástico com bolhas de proteção; recipiente de metal, com tampa de rosca com fechamento hermético, para conter os tubos com as amostras; caixa de isopor com gelo seco, contendo suporte para o recipiente metálico. Embalagens comercialmente disponíveis.
• Quando não for possível a utilização dessas embalagens, observar o mínimo de segurança. Utilizar frascos secos, de plástico resistente (de preferência criotubos; nunca utilizar frascos de vidro), com fechamento hermético, protegidos com papel toalha ou gaze. Cada frasco deve estar devidamente identificado com nome do paciente e data da coleta do material. Cada amostra deverá ser acompanhada de ficha de solicitação de exames, devidamente preenchida, contendo todas as informações relativas ao paciente (nome completo, idade, data do início dos sintomas, data da coleta da amostra, procedência, atividade ocupacional, contato com roedores silvestres ou seus excretas).
• O transporte deverá ser feito em caixa de isopor contendo gelo seco, em quantidade suficiente para que as amostras cheguem ao laboratório ainda congeladas. Não havendo disponibilidade de gelo seco ou nitrogênio líquido, o transporte de soro poderá ser feito em caixa de isopor contendo gelo reciclável, sempre se observando os cuidados para evitar acidentes com o material biológico e assegurando que a quantidade de gelo seja suficiente para manter o material refrigerado até a chegada no laboratório. Nesse caso, a amostra possivelmente não será adequada para a realização de RT-PCR.
• O envio de amostras para análise deverá ser comunicado, por telefone, ao laboratório, principalmente se a remessa for feita nos últimos dias da semana; é preciso planejar a chegada e a recepção dos materiais no laboratório em finais de semana e/ou feriados, para não haver perda ou extravio de amostras.
• O coágulo, retirado da amostra de sangue dos casos suspeitos de hantavirose (não de seus comunicantes), e que deve ser preservado para realização de RT-PCR, deverá ser encaminhado juntamente com a respectiva amostra de soro, sempre em gelo seco ou botijão de nitrogênio líquido.